Organische Chemie I (W3) Prof. Dr. Hans-Dieter Arndt Forschungsschwerpunkte Wesentliches Ziel der Forschungsarbeiten der Arbeitsgruppe Arndt ist die Erschließung von komplexen bioaktiven Molekülen durch synthetische organische Chemie. Zum einen werden dazu neue Synthesemethoden und -strategien entwickelt, bislang nicht herstellbare Verbindungen zugänglich gemacht und auch effektive Zugangsalternativen erarbeitet. Zum anderen werden mit den synthetisierten Molekülen gezielte Wirkungsuntersuchungen durchgeführt und weiterführende Studien zu Anwendungen als Werkzeugverbindungen oder potentielle Wirkstoffkandidaten vorbereitet. Wesentliche Arbeitsgebiete: Synthese und Untersuchung von Naturstoffen als Sonden und Mediatoren in der chemischen Biologie und chemischen Ökologie Werkzeugverbindungen für chemisch-biologische Funktionsstudien Entwicklung von Synthesemethoden für Peptide, Peptidmimetika und Peptid-Naturstoffe Synthetische Strukturvariation zellpermeabler Zytoskelettmodulatoren führte zu Werkzeugverbindungen, die F-Aktin selektiv ansteuern. Aus diesen wurden Azobenzol-haltige F-Aktin-Photoschalter entwickelt, „Optojasps“, die photoisomerisiert werden können. Mit diesen Verbindungen kann die Dynamik des Aktin-Zytoskeletts durch Licht moduliert werden [1]. In Zusammenarbeit mit Strukturbiologen gelang es, molekular aufgelöste Cryo-EM-Strukturen der F-Aktin-gebundenen photoschaltbaren Liganden in beiden Schaltzuständen zur Wirkaufklärung zu erhalten (Abb.1; [2]) Chemische Biologie und Photopharmakologie von Actinmodulatoren Weiter wurden im Projekt neue Fluoreszenzfarbstoffe für in-vivo-Imaging das Aktins untersucht [3,4], neue Aktin-bindende Naturstoffe als Liganden synthetisiert [5] sowie für biologische Anwendungen optimierte Azobenzol-Photoschalter bereitgestellt [6]. Damit konnten optimierte Optojasps entwickelt werden, die ein sehr breites pharmakologisches Fenster haben und zur Manipulation des F-Aktins mit subzellulärer Auflösung geeignet sind [7]. [1] Borowiak, M., et al. (2020): J. Am. Chem. Soc., 142, 9240–9. [2] Pospiech, S., et al. (2021): Angew. Chem. Int. Ed., 60, 8678–82. [3] Sauer, M., et al. (2020): Org. Biomol. Chem., 18, 1567–71. [4] Nasufović, V., et al. (2021): Org. Biomol. Chem., 19, 574–8. [5] Nasufović, V., et al. (2021): Chem. Eur. J., 27, 11633–42. [6] Küllmer, F., et al. (2022): Org. Biomol. Chem. 2022, 20, 4204–14. [7] Küllmer, F., et al., in Revision; preprint auf bioRxiv, https://doi.org/10.1101/2022.02.21.480923. Abb. 1. Überlagerung der molekularen Strukturen von F-Aktin gebundenem Phalloidin (gelb) mit einem aktivierten Optojasp (rot, linker grün, Diazen blau). Aus Ref. [2] 60 — FORSCHUNG Abb. 2. Subzelluläre Manipulation des F-Aktins in einer einzelnen Zelle (MCB-MB-231, F-Aktin mit mCherry rot/gelb markiert); Balken: 10 μm. Aus Ref. [7]
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